線虫の診断性能
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線虫の診断性能

Aug 07, 2023

寄生虫とベクター 16 巻、記事番号: 298 (2023) この記事を引用

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メトリクスの詳細

尿中の寄生虫特異的 IgG の検出は線虫症の高感度な診断方法であり、血清 IgG と同様の精度が得られます。 しかし、尿中の IgG サブクラスの検出に関するデータはありません。 尿サンプルからの診断の有用性をさらに調査するために、我々は尿中の IgG4 の診断性能を寄生虫学的および他の免疫学的方法と比較して評価しました。

尿と血清には、証明された線虫症(グループ 1、n = 93)、他の寄生虫感染症(グループ 2、n = 40)、および寄生虫陰性(グループ 3、n = 93)が含まれていました。 参照標準として糞便検査を使用して、線虫症の診断における尿中の線虫症特異的 IgG4 の性能を評価しました。

糞便検査をゴールドスタンダードとして、尿中の線虫特異的 IgG4 の感度は 91.4%、特異性は 93.2% でしたが、血清 IgG4 の感度は 93.6%、特異性は 91.0% でした。 尿と血清の両方における IgG4 は、糞便検査と診断上ほぼ完全に一致しました (コーエンのカッパ係数は > 0.8 でした)。 Opisthorchis viverrini および Taenia spp. に対する交差反応性。 尿中の IgG4 は 7.5%、血清中では 12.5% でした。 尿と血清中の総 IgG を同時に分析したところ、感度 (97.9 ~ 100%) と特異度 (88.7 ~ 91.0%) が同等であることが示されました (P > 0.05)。 ホルマリン酢酸エチル濃縮法(FECT)による寄生虫学的検査の感度は49.5%、寒天平板培養法(APC)による感度は92.6%であった。

私たちの調査結果は、尿中の特異的 IgG4 検出により、血清中の同じバイオマーカーと同様の診断性能が得られることを示しました。 これは、線虫症の正確な診断が尿サンプルを使用して実行できること、および IgG4 が診断マーカーの有効な選択であることを示唆しています。 線虫症における治療反応を測定するための尿中 IgG4 の有用性を評価するには、さらなる評価が必要です。

線虫症は、線虫Strongyloides stercoralisの感染によって引き起こされる顧みられない熱帯病(NTD)です。 この寄生虫の伝播は、世界中の熱帯および亜熱帯地域で発生しています[1、2]。 東南アジアでは、タイ、ラオス、ベトナム、カンボジアでヒトへの S. stercoralis 感染が報告されています [1、2、3、4]。 発生中の S. stercoralis の糸状幼虫が同じ宿主に再感染すると、自己感染の可能性があり、生涯にわたる感染につながります。 線虫症は通常無症候性ですが、胃腸症状や皮膚症状などの症状が現れることがあります。 宿主の免疫力が低下した場合、過剰感染や致死的な播種性線虫症が発生する可能性があります[5、6、7]。

S. stercoralis 感染症の高感度かつ特異的な診断は、疾患の合併症を予防するため、また線虫症の監視と制御を改善するための治療を開始するために必要です。 寒天平板培養(APC)やベールマン法などの糞便検査は、S. stercoralis 感染症の「ゴールドスタンダード」診断方法と考えられています。 ただし、幼虫の密度が低いことが多く、糞便中の幼虫の排出量が日によって大きく変動するため、どちらも感度が低くなります。 感度を高めるために糞便検査を繰り返すことが推奨されますが、患者や検査スタッフにとってはロジスティック的に困難な場合があります[8、9]。 感度の低さを軽減するために、血清、唾液、尿中の抗原または抗体の検出などの免疫学的方法を主に使用した、いくつかの代替診断方法が開発されています[10、11、12、13]。 分子的手法も、糞便検体(75~100%)および尿検体(77.1%)および特異性(尿検体67.8%、糞便検体80~90%)におけるさまざまな感度でS. stercoralis DNAを検出するために使用されている[14、15]。 。 分子法には高価な試薬と特殊な設備が必要です。 したがって、資源が限られており、線虫症が蔓延している国では、より便利で安価な方法を開発することが不可欠です[14、15、16]。

 0.80 is almost a perfect agreement [30, 31]. The statistical analyses on data obtained in this study were done using SPSS v.26.0. The results of statistical tests were considered significant when P < 0.05./p> 0.05). For specific IgG in serum and urine, detection of S. stercoralis infection was 100% and 97.8%, respectively, and these were similar (McNemar test, \(\chi\)2 = 2.022, df = 1, P > 0.05). In the analysis of samples from people with other parasitic infections (Group 2), the positive rates by IgG4 in urine and serum were similar (7.5–12.5%) (McNemar test, \(\chi\)2 = 1.287, df = 1, P > 0.05), and those of IgG in urine and serum (10.0–12.5%) (McNemar test, \(\chi\)2 = 0.635, df = 1, P > 0.05), but these were not significantly different. In parasite-negative individuals (Group 3, Additional file 1: Table S1), the detection rates of IgG4 were 6.5% in urine and 7.5% in serum (McNemar test, \(\chi\)2 = 21.8, df = 1, P > 0.05). For IgG detection, the positive rates were 11.8% in urine and 7.5% in serum (McNemar test, \(\chi\)2 = 49.3, df = 1, P > 0.05)./p> 0.05). Similar positive rates were also observed for IgG in urine (46.9%) and serum (46.5%) (McNemar test, \(\chi\)2 = 169.8, df = 1, P > 0.05). When considering the different types of immunoglobulins used to test the same clinical specimens, IgG returned higher positive rates than IgG4 in urine samples (McNemar test, \(\chi\)2 = 160.95, df = 1, P < 0.01)./p> 0.05). For specific IgG in urine and serum, the sensitivities were similar (97.9–100%). The specificity of specific IgG in serum was 91.0% and that in urine was 88.7% (McNemar test, \(\chi\)2 = 29.2, df = 1, P > 0.05). The sensitivity of FECT was 49.5% and 92.6% for APC./p> 0.05). The AUCs of IgG in urine (AUC = 0.933, 95% CI 0.897–0.969) and in serum (AUC = 0.955, 95% CI 0.926–0.984) were also similar (DeLong’s test, P > 0.05)./p>